HIGHLIGHTS DO GUIDELINE ESHRE 2023 SOBRE ADD-ONS – BOLETIM 3

BOLETIM 3 – TESTE/TRATAMENTO DE DANOS AO DNA ESPERMÁTICO, MEDIÇÃO DO ESTRESSE OXIDATIVO SEMINAL, ATIVAÇÃO ARTIFICIAL DE ESPERMATOZOIDES e MÉTODOS AVANÇADOS DE AVALIAÇÃO E SELEÇÃO DE ESPERMATOZOIDES

 

Danielle Spínola, Embriologista, Mestre (UNIFESP)

Comitê de Embriologia da Sociedade Brasileira de Reprodução Humana (SBRH)

 

TESTE/TRATAMENTO DE DANOS AO DNA ESPERMÁTICO E A MEDIÇÃO DO ESTRESSE OXIDATIVO SEMINAL 

DEFINIÇÃO

Sugere-se que o dano à cromatina do espermatozoide, indicado pela fragmentação do DNA espermático (FDE), desempenha um papel na infertilidade masculina e no resultado reprodutivo (1). Vários métodos foram desenvolvidos para avaliar o FDE. Estes testes são: Rotulagem de extremidade de corte de biotina (dUTP) mediada por desoxinucleotidil transferase terminal (TUNEL); Ensaio de tradução de corte in situ (ISNT); Ensaio de estrutura de cromatina de esperma (SCSA); Teste de dispersão de cromatina de esperma (SCD); Ensaio cometa (2).

Cada teste pode ter diferentes limiares clínicos devido aos diferentes locais de danos no DNA detectados e aos diferentes aspectos técnicos de cada ensaio (1).

Níveis aumentados de FDE foram observados em diversas condições, como varicocele, infecção da glândula acessória, idade paterna avançada, câncer, doença crônica, exposição a toxinas ambientais e fatores de estilo de vida (2).

A fragmentação do DNA é caracterizada por quebras de fita simples (SSBs) e quebras de fita dupla (DSBs). Tanto os SSBs como os DSBs podem afetar a fertilidade masculina, mas os DSBs têm se mostrado pior, afetando negativamente a cinética embrionária, as taxas de implantação, aumento das taxas de abortos recorrentes; enquanto os SSBs não parecem afetar significativamente o desenvolvimento embrionário ou as taxas de implantação (3,1).

A FDE pode ser causada por fatores intrínsecos e extrínsecos, sendo o principal contribuinte o estresse oxidativo (EO) (4). Assim, a medição do EO também foi proposta como um marcador substituto da FDE. 

Uma associação moderada entre EO e FDE foi relatada anteriormente (5,6,7). Foi relatado que um valor de corte do potencial de oxidação-redução (POR) é de 1,36 mV/106 espermatozoides/mL poderiam prever a fertilização (8). No entanto, outros estudos relataram pouca (9,10) ou nenhuma correlação entre POR e FDE (11). 

 

EFICÁCIA

Uma revisão sistemática e meta-análise, incluindo 20 estudos observacionais prospectivos e oito estudos de caso-controle, mostraram que homens inférteis tinham maior FDE em comparação com homens férteis (diferença média (DM) -1,67; IC 95% -2,12 a -1,21; 28 estudos controlados; n= 4177; I2= 97%), e o nível de limiar do FDE para discriminar homens inférteis de férteis foi definido como 20% (AUC 0,844, P < 0,001) (12).

Foi proposto que a FDE está associada ao potencial fértil do espermatozoide e aos resultados subsequentes da reprodução assistida (RA). No entanto, o valor preditivo do FDE sobre gravidez, nascimento vivo ou aborto espontâneo ainda é inconclusivo, uma vez que a qualidade da evidência é baixa e existe uma heterogeneidade significativa entre os diferentes estudos, incluídos em revisões sistemáticas e meta-análises (13-17). Parece haver fraca evidência do valor preditivo do teste FDE em pacientes com varicocele (18-24) sugerindo que o teste FDE pode ter um valor limitado nestes pacientes (25;26). Como o teste para o índice de fragmentação do DNA (IFD) torna o espermatozoide avaliado inutilizável para ICSI, técnicas avançadas de seleção podem ser valiosas para detectar o espermatozoide apropriado para injetar no óvulo. Em um estudo randomizado, com 302 homens com elevada FDE, tiveram suas amostras de espermatozoides selecionadas por centrifugação em gradiente de densidade (n=72), ICSI fisiológica (PICSI; n=78) ou pela Classificação de Células Ativadas Magnéticamente (MACS; n= 79). 

A aplicação de técnicas avançadas de seleção de espermatozoides (PICSI ou MACS), ao invés da centrifugação em gradiente de densidade padrão, resultados mais elevados foram encontrados respectivamente (69,2%, 67,1% e 51,4%; P = 0,025) (27). Em contrapartida, em um estudo de coorte prospectivo, incluindo 80 homens com IDF de 30%, nenhuma diferença foi encontrada com o uso de MACS (28).

Como a passagem dos espermatozoides através dos túbulos seminíferos e do epidídimo pode ser um potencial gatilho para o EO, levando a uma FDE elevada (29), a extração testicular de espermatozóides (TESE) tem sido preferida em grupos selecionados de pacientes. A meta-análise mais recente, incluindo 6 estudos de coorte envolvendo 578 pacientes masculinos com infertilidade e criptozoospermia (761 ciclos de ICSI), relatou PRs significativamente mais altas com a utilização de espermatozoides recuperados via TESE (RR 1,74; IC 95% 1,20 a 2,52) (30). 

Uma meta-análise, incluindo quatro estudos observacionais envolvendo 507 ciclos de ICSI de pacientes masculinos com infertilidade e alta FDE, também apresentou uma RCP mais alta com espermatozoide testicular do que com do ejaculado (50% versus 29,4%; OR 2,42; IC 95% 1,57 a 3,73) (31). A interpretação dos resultados é dificultada principalmente pela qualidade moderada das evidências disponíveis e pela falta de correspondência para fatores de confusão (por exemplo, fatores de estilo de vida, tratamentos empíricos), tornando necessária a realização de estudos prospectivos em grande escala para uma compreensão mais clara. 

Uma meta-análise indicou uma diferença razoável entre os ensaios TUNEL e Cometa na previsão de gravidez após tratamento de fertilização in vitro e ICSI, mas fraca capacidade preditiva para gravidez com MAR para SCSA e SCD. Para SCSA, uma análise de meta-regressão indicou uma diferença no valor preditivo de gravidez para FIV e ICSI (32). As condições laboratoriais, como tempo de incubação, centrifugação e criopreservação (33;34), bem como a origem do espermatozoide (ejaculado ou processado/selecionado (35;36) ou testicular (1), podem influenciar significativamente os resultados dos testes FDE. Além disso, não há garantia de que o espermatozoide utilizado para ICSI esteja livre de quebras em sua cadeia.

 

SEGURANÇA

Nenhum problema foi relatado.

 

RECOMENDAÇÃO

Não há evidências suficientes sobre a relevância dos testes FDE para prever a gravidez ou orientar as decisões de tratamento. Mais pesquisas neste campo são fortemente recomendadas para melhorar nossa compreensão e conhecimento. Atualmente, o teste de danos ao DNA do espermatozoide não é recomendado para uso clínico de rotina.

 

ATIVAÇÃO ARTIFICIAL DE ESPERMATOZOIDES

 

DEFINIÇÃO

O espermatozoide imóvel é um dos principais problemas da infertilidade por fator masculino grave, pois é um problema para os embriologistas distinguirem entre espermatozoides imóveis, mas viáveis, e espermatozoides não viáveis.  Normalmente, auxílios como manipulação com a própria agulha da ICSI, soluções hiposmóticas ou pulsos de laser são usados ​​para identificar espermatozoides viáveis ​​com membranas funcionais. No entanto, apenas a ativação farmacológica usando compostos químicos permite a restauração parcial da motilidade dos espermatozoides imóveis, mas viáveis. 

A AMPc é a molécula chave que impulsiona a motilidade espermática e qualquer deficiência no seu nível causaria astenozoospermia, se não imobilidade total. O método predominante de ativação artificial de espermatozoides é o uso de inibidores de fosfodiesterase (PDE) para aumentar os níveis de AMPc. Os dois inibidores de PDE utilizados rotineiramente são a pentoxifilina (PTX) e a teofilina. Qualquer efeito na motilidade espermática é esperado dentro de 3 a 5 minutos e dura de 1 a 2 horas. Na utilização clínica, um pequeno volume dos inibidores de PDE é adicionado à amostra de esperma ou à suspensão contendo, por exemplo, tecido testicular. Normalmente, a incubação com inibidores de PDE é realizada na placa de ICSI para facilitar a identificação e captura dos espermatozoides considerados para o procedimento de ICSI. Vale lembrar que antes da injeção, os espermatozoides devem ser lavados em meio de cultura e/ou polivinilpirrolidona para evitar a transferência de PTX ou teofilina para o ovócito.

 

EFICÁCIA

Um estudo com 120 pacientes astenozoospérmicos leve a moderada revelou que o uso de espermatozoides estimulados artificialmente com PTX resultou em uma RCP significativamente maior (73,3% versus 60%, respectivamente, P = 0,04) (37).

Em uma abordagem com oócitos irmãos (n=842 oócitos), ICSI com espermatozoides congelados e descongelados, ativados com teofilina pronta para uso; resultou em taxas significativamente mais altas de fertilização (79,9% versus 63,3%), formação de blastocistos (63,9% versus 46,8 %), gravidez clínica (53,9% versus 23,8%) e LBR (53,9% versus 19,1%) em comparação com ICSI com espermatozoides testiculares não estimulado congelado e descongelado (38).

Deve ser esclarecido que em casos de discinesia ciliar primária, como a síndrome de Kartagener e problemas estruturais relacionados, qualquer tratamento com inibidores de PDE será ineficaz (39;40). Na mesma concentração, a PTX e a teofilina apresentam atividade comparável, porém a meia-vida da teofilina é 10 vezes maior. A PTX / teofilina são geralmente usados ​​​​pré-ICSI quando espermatozoides testiculares ou congelados, ou espermatozoides de ejaculação retrógrada, são usados, o que geralmente mostra motilidade deficiente, se houver. Qualquer melhoria no resultado não pode ser atribuída ao inibidor de PDE em si, mas ao melhor processo de seleção de espermatozoides e à economia de tempo para esse processo, uma vez que os espermatozoides que reagem a esses inibidores de PDE tornam-se imediatamente móveis.

 

SEGURANÇA

A transferência de PTX e teofilina para os oócitos durante a ICSI e o contato com embriões deve ser reduzida ao mínimo. A incubação de embriões em inibidores de PDE durante vários dias foi associada a retardo no desenvolvimento ou parada embrionária em modelo de camundongo (41). A ativação partenogenética de óvulos de camundongos também foi relatada (42). Vale lembrar que os tempos de exposição e as concentrações de agentes ativadores de espermatozoides usados ​​em laboratórios de fertilização in vitro são significativamente mais baixos do que aqueles aplicados nos estudos em animais (camundongos) mencionados acima.

Em humanos, não foram observadas malformações em bebês nascidos de embriões fertilizados com espermatozoides tratado com teofilina (38; 43). No caso da PTX, a taxa de malformação por nascido vivo (um estudo, n = 122 recém-nascidos) foi de 3,3% (4/122; IC 95% 0,9% a 8,2%) (44). O que foi considerado um risco não aumentado em comparação com dados históricos de FIV.

 

RECOMENDAÇÃO

Não há estudos avaliando o tratamento com ativação artificial de espermatozoides em uma população geral de infertilidade masculina. A ativação espermática com inibidores de PDE demonstrou ser benéfica em casos de astenozoospermia total primária ou secundária que não são causados por defeitos na estrutura axonemal (38). É crucial realizar monitorização e acompanhamento contínuos para avaliar os efeitos a longo prazo e a segurança das crianças nascidas através desta abordagem.

A ativação artificial de espermatozoides atualmente não é recomendada para uso clínico de rotina. É recomendada para pacientes com astenozoospermia total primária ou secundária que não seja ocasionada por defeitos na estrutura axonemal.

 

MÉTODOS AVANÇADOS DE AVALIAÇÃO E SELEÇÃO DE ESPERMATOZOIDES

 

DEFINIÇÃO

 

Ao longo dos anos, as técnicas de preparo seminal para Tratamento de Reprodução Humana Assistida (TRHA) evoluíram com objetivo de obter uma seleção mais precisa de espermatozoides funcionais. A microfluídica envolve o estudo e controle de pequenos volumes de fluidos, variando de picolitros a microlitros, dentro de canais com tamanho micrométrico (45). Tecnologias baseadas em microfluídica foram adaptadas para seleção e preparo de espermatozoides, sem a necessidade de centrifugação, com o objetivo de imitar a geometria de regiões microconfinadas dentro do trato reprodutivo feminino (46).

 

EFICÁCIA

O uso de câmaras microfluídicas pode melhorar a contagem total de espermatozoides móveis, a morfologia e a integridade do DNA, além de reduzira ERO em comparação com o DGC convencional (47-49). Um estudo mostrou que a técnica de microfluídica reduziu significativamente o FDE de cadeia dupla em comparação com amostras a fresco e swim-up (50). Num ensaio clínico randomizado mais recente em 128 pacientes submetidos a ICSI para infertilidade por fator masculino, foram demonstradas taxas de fertilização e número de embriões de boa qualidade semelhantes, mas com um benefício significativo no LBR de 59,4% em comparação com 35,9% no grupo de controle (swim-up/ deslocamento) (P=0.006) (51). No entanto, em um estudo observacional de receptoras de óvulos doados (331 mulheres), nenhum benefício da seleção microfluídica foi encontrado (CPR 55,6% em comparação com 58,9% no grupo de controle DGC) (52).

 

SEGURANÇA

Não há dados disponíveis sobre a segurança do uso da microfluídica.

 

OUTROS ASPECTOS

Foi levantada a hipótese de que confiar apenas na motilidade e no tamanho para a classificação de espermatozoides por microfluídica provavelmente será substituído por outras inovações, como a adição de quimioatraentes, a integração de óptica para imagens dinâmicas de alta velocidade ou o uso de análise elétrica para estudar a frequência de batimento flagelar do espermatozoide.

 

RECOMENDAÇÃO

Embora um único pequeno estudo tenha demonstrado um leve aumento no LBR, um estudo observacional não mostrou nenhum benefício do uso de microfluídica para seleção de espermatozoides. Dessa maneira, mais pesquisas são necessárias para validar estas descobertas e fornecer uma base de evidências mais robustas antes de fazer recomendações generalizadas.

 

• Referências bibliográficas

1. Agarwal A, Majzoub A, Baskaran S, Panner Selvam MK, Cho CL, Henkel R, Finelli R, Leisegang K, Sengupta P, Barbarosie C et al. Sperm DNA fragmentation: a new guideline for clinicians. World J Mens Health 2020; 38:412–471
2. Esteves SC, Zini A, Coward RM, Evenson DP, Gosalvez J, Lewis SEM, Sharma R, Humaidan P. Sperm DNA fragmentation testing: summary evidence and clinical practice recommendations. Andrologia 2021;53: e13874
3. Casanovas A, Ribas-Maynou J, Lara-Cerrillo S, Jimenez-Macedo AR, Hortal O, Benet J, Carrera J, Garcıa-Peiro A. Double-stranded sperm DNA damage is a cause of delay in embryo development and can impair implantation rates. Fertil Steril 2019;111: 699–707.e1.
4. Aitken RJ. Impact of oxidative stress on male and female germ cells: implications for fertility. Reproduction (Cambridge, England) 2020; 159: R189–R201
5. Henkel R, Kierspel E, Stalf T, Mehnert C, Menkveld R, Tinneberg HR, Schill WB, Kruger TF. Effect of reactive oxygen species produced by spermatozoa and leukocytes on sperm functions in nonleukocytospermic patients. Fertil Steril 2005; 83:635–642.
6. Mahfouz RZ, Du Plessis SS, Aziz N, Sharma R, Sabanegh E, Agarwal A. Sperm viability, apoptosis, and intracellular reactive oxygen species levels in human spermatozoa before and after induction of oxidative stress. Fertil Steril 2010; 93:814–821.
7. Homa ST, Vassiliou AM, Stone J, Killeen AP, Dawkins A, Xie J, Gould F, Ramsay JWA. A comparison between two assays for measuring seminal oxidative stress and their relationship with sperm DNA fragmentation and semen parameters. Genes (Basel) 2019; 10:236
8. Morris A, Siebert I, Agarwal A, Henkel R. Prediction of successful ICSI cycles by oxidation-reduction potential (ORP) and sperm DNA fragmentation (SDF) analysis. Hum Reprod 2019;(Suppl 1):23–26
9. Majzoub A, Agarwal A. Systematic review of antioxidant types and doses in male infertility: Benefits on semen parameters, advanced sperm function, assisted reproduction and live-birth rate. Arab J Urol 2018; 16:113–124. 
10. Arafa M, Henkel R, Agarwal A, Majzoub A, Elbardisi H. Correlation of oxidation-reduction potential with hormones, semen parameters and testicular volume. Andrologia 2019;51: e13258.
11. Homa ST, Vassiliou AM, Stone J, Killeen AP, Dawkins A, Xie J, Gould F, Ramsay JWA. A comparison between two assays for measuring seminal oxidative stress and their relationship with sperm DNA fragmentation and semen parameters. Genes (Basel) 2019; 10:236
12. Santi D, Spaggiari G, Simoni M. Sperm DNA fragmentation index as a promising predictive tool for male infertility diagnosis and treatment management—meta-analyses. Reprod Biomed Online 2018; 37:315–326.
13. Zini A. Are sperm chromatin and DNA defects relevant in the clinic? Syst Biol Reprod Med 2011; 57:78–85.
14. Zhao J, Zhang Q, Wang Y, Li Y. Whether sperm deoxyribonucleic acid fragmentation has an effect on pregnancy and miscarriage after in vitro fertilization/intracytoplasmic sperm injection: a systematic review and meta-analysis. Fertil Steril 2014;102: 998–1005.e8.
15. Osman A, Alsomait H, Seshadri S, El-Toukhy T, Khalaf Y. The effect of sperm DNA fragmentation on live birth rate after IVF or ICSI: a systematic review and meta-analysis. Reprod Biomed Online 2015; 30:120–127
16. Simon L, Zini A, Dyachenko A, Ciampi A, Carrell DT. A systematic review and meta-analysis to determine the effect of sperm DNA damage on in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection outcome. Asian J Androl 2017; 19:80–90. 
17. Ribas-Maynou J, Yeste M, Becerra-Tomas N, Aston KI, James ER, Salas-Huetos A. Clinical implications of sperm DNA damage in IVF and ICSI: updated systematic review and meta-analysis. Biol Rev Camb Philos Soc 2021; 96:1284–1300.
18. Robinson L, Gallos ID, Conner SJ, Rajkhowa M, Miller D, Lewis S, Kirkman-Brown J, Coomarasamy A. The effect of sperm DNA fragmentation on miscarriage rates: a systematic review and meta-analysis. Hum Reprod 2012; 27:2908–2917
19. Wang YJ, Zhang RQ, Lin YJ, Zhang RG, Zhang WL. Relationship between varicocele and sperm DNA damage and the effect of varicocele repair: a meta-analysis. Reprod Biomed Online 2012; 25:307–314
20. Zhao J, Zhang Q, Wang Y, Li Y. Whether sperm deoxyribonucleic acid fragmentation has an effect on pregnancy and miscarriage after in vitro fertilization/intracytoplasmic sperm injection: a systematic review and meta-analysis. Fertil Steril 2014;102: 998–1005.e8.
21. McQueen DB, Zhang J, Robins JC. Sperm DNA fragmentation and recurrent pregnancy loss: a systematic review and meta-analysis. Fertil Steril 2019; 112:54–60. e53.
22. Tan J, Taskin O, Albert A, Bedaiwy MA. Association between sperm DNA fragmentation and idiopathic recurrent pregnancy loss: a systematic review and meta-analysis. Reprod Biomed Online 2019b; 38:951–960.

23.Yifu P, Lei Y, Shaoming L, Yujin G, Xingwang Z. Sperm DNA fragmentation index with unexplained recurrent spontaneous abortion: A systematic review and meta-analysis. J Gynecol Obstet Hum Reprod 2020; 49:101740.

24. ESHRE Working Group on Recurrent Implantation Failure; Cimadomo D, de Los Santos MJ, Griesinger G, Lainas G, Le Clef N, McLernon DJ, Montjean D, Toth B, Vermeulen N, Macklon N. ESHRE good practice recommendations on recurrent implantation failure. Hum Reprod Open 2023;2023: hoad023.
25. Cho CL, Agarwal A. Role of sperm DNA fragmentation in male factor infertility: a systematic review. Arab J Urol 2018; 16:21–34.
26. Dai Y, Liu J, Yuan E, Li Y, Shi Y, Zhang L. Relationship among traditional semen parameters, sperm DNA fragmentation, and unexplained recurrent miscarriage: a systematic review and meta-analysis. Front Endocrinol (Lausanne) 2021; 12:802632.
27. Hozyen M, Hasanen E, Elqusi K, ElTanbouly S, Gamal S, Hussin AG, AlKhader H, Zaki H. Reproductive outcomes of different sperm selection techniques for ICSI patients with abnormal sperm DNA fragmentation: a randomized controlled trial. Reprod Sci 2022; 29:220–228.
28. Mei J, Chen LJ, Zhu XX, Yu W, Gao QQ, Sun HX, Ding LJ, Wang JX. Magnetic-activated cell sorting of nonapoptotic spermatozoa with a high DNA fragmentation index improves the live birth rate and decreases transfer cycles of IVF/ICSI. Asian J Androl 2022; 24:367–372.
29. Xie P, Keating D, Parrella A, Cheung S, Rosenwaks Z, Goldstein M, Palermo GD. Sperm genomic integrity by TUNEL varies throughout the male genital tract. J Urol 2020; 203:802–808.
30. Kang YN, Hsiao YW, Chen CY, Wu CC. Testicular sperm is superior to ejaculated sperm for ICSI in cryptozoospermia: an update systematic review and meta-analysis. Sci Rep 2018; 8:7874
31. Esteves SC, Roque M, Bradley CK, Garrido N. Reproductive outcomes of testicular versus ejaculated sperm for intracytoplasmic sperm injection among men with high levels of DNA fragmentation in Semen: systematic review and meta-analysis. Fertil Steril 2017; 108:456–467.e451.
32. Cissen M, Wely MV, Scholten I, Mansell S, Bruin JP, Mol BW, Braat D, Repping S, Hamer G. Measuring sperm DNA fragmentation and clinical outcomes of medically assisted reproduction: a systematic review and meta-analysis. PLoS One 2016;11: e0165125.
33. Zini A. Are sperm chromatin and DNA defects relevant in the clinic? Syst Biol Reprod Med 2011; 57:78–85.
34. Agarwal A, Majzoub A, Baskaran S, Panner Selvam MK, Cho CL, Henkel R, Finelli R, Leisegang K, Sengupta P, Barbarosie C et al. Sperm DNA fragmentation: a new guideline for clinicians. World J Mens Health 2020; 38:412–471.
35. Liu DY, Liu ML. Clinical value of sperm DNA damage should be assessed in motile sperm fraction rather than whole ejaculated sperm. Fertil Steril 2013; 99:367–371.
36. Aboulmaouahib S, Madkour A, Kaarouch I, Saadani B, Sefrioui O, Louanjli N, Copin H, Cadi R, Benkhalifa M. Effect of semen preparation technique and its incubation on sperm quality in the Moroccan population. Andrologia 2017;49: e12688
37. Amer M, Metawae B, Hosny H, Raef A. Beneficial effect of adding pentoxifylline to processed semen samples on ICSI outcome in infertile males with mild and moderate asthenozoospermia: a randomized controlled prospective crossover study. Iran J Reprod Med 2013; 11:939–944
38. Ebner T, Tews G, Mayer RB, Ziehr S, Arzt W, Costamoling W, Shebl O. Pharmacological stimulation of sperm motility in frozen and thawed testicular sperm using the dimethylxanthine theophylline. Fertil Steril 2011; 96:1331–133
39. Yildirim G, Ficicioglu C, Akcin O, Attar R, Tecellioglu N, Yencilek F. Can pentoxifylline improve the sperm motion and ICSI success in the primary ciliary dyskinesia? Arch Gynecol Obstet 2009; 279:213–215
40. Ebner T, Oppelt P, Wober M, Staples P, Mayer RB, Sonnleitner U, Bulfon-Vogl S, Gruber I, Haid AE, Shebl O. Treatment with Ca2þ ionophore improves embryo development and outcome in cases with previous developmental problems: a prospective multicenter study. Hum Reprod 2015b; 30:97–102. 

41.Fisher DL, Gunaga KP. Theophylline induced variations in cyclic AMP content of the superovulated preimplantation mouse embryo. Biol Reprod 1975; 12:471–47

42. Scott L, Smith S. Human sperm motility-enhancing agents have detrimental effects on mouse oocytes and embryos. Fertil Steril 1995; 63:166–175.
43. Sandi-Monroy NL, Musanovic S, Zhu D, Szabo Z, Vogl A, Reeka N,  Eibner K, Bundschu K, Gagsteiger F. Use of dimethylxanthine theophylline (SpermMobil(VR )) does not affect clinical, obstetric or perinatal outcomes. Arch Gynecol Obstet 2019; 300:1435–1443.
44. Navas P, Paffoni A, Intra G, Gonzalez-Utor A, Clavero A, Gonzalvo  MC, Dıaz R, Pena R, Restelli L, Somigliana E et al. Obstetric and neo-natal outcomes of ICSI cycles using pentoxifylline to identify viable spermatozoa in patients with immotile spermatozoa. Reprod Biomed Online 2017; 34:414–421.
45. Sackmann EK, Fulton AL, Beebe DJ. The present and future role of microfluidics in biomedical research. Nature 2014; 507:181–189.
46. Vaughan DA, Sakkas D. Sperm selection methods in the 21st century. Biol Reprod 2019; 101:1076–1082.
47. Quinn MM, Jalalian L, Ribeiro S, Ona K, Demirci U, Cedars MI, Rosen MP. Microfluidic sorting selects sperm for clinical use with reduced DNA damage compared to density gradient centrifugation with swim-up in split semen samples. Hum Reprod 2018; 33:1388–1393.
48. Gode F, Bodur T, Gunturkun F, Gurbuz AS, Tamer B, Pala I, Isik AZ. Comparison of microfluid sperm sorting chip and density gradient methods for use in intrauterine insemination cycles. Fertil Steril 2019; 112:842–848.e1. 
49. Gode F, Gurb € uz AS, Tamer B, Pala I, Isik AZ. The effects of microfluidic sperm sorting, density gradient and swim-up methods on semen oxidation reduction potential. Urol J 2020; 17:397–401.
50. Pujol A, Garcıa-Peiro A, Ribas-Maynou J, Lafuente R, Matar o D, Vassena R. A microfluidic sperm-sorting device reduces the proportion of sperm with double-stranded DNA fragmentation. Zygote 2022; 30:200–205.
51. Aydın S., Bulgan Kılıc¸dag E, Caglar Aytac¸ P, C¸ok T, S¸ims¸ek E, Haydardedeoglu B. Prospective randomized controlled study of a microfluidic chip technology for sperm selection in male infertility patients. Andrologia 2022;54: e14415.
52. Siristatidis CS, Sertedaki E, Karageorgiou V, Vaidakis D. Endometrial injection of embryo culture supernatant for subfertile women in assisted reproduction. Cochrane Database Syst Rev 2020; 8:CD013063.

 

BAIXE O PDF DO ARTIGO